让我们面对现实吧，我们是一个以结果为导向的社会。过于关注结果，人们通常不会考虑“如何”。例如，你有没有想过今天早上你“如何”上班，或者你刚到那里?在微生物组研究中，结果是图表和数据，但“如何”，例如通勤，通常只是例行公事的一部分。

然而，分析微生物组(无论宿主如何)的一个基本方面依赖于 DNA提取和扩增方法。目前市场上的数十种 DNA 提取方法都能够提取 DNA 并产生良好的结果，但每种方法的“方法”略有不同。实验室通常由实验室负责人选择他们的“首选”工具包，并代代相传的研究生。一旦您选择了一种方法，最好坚持使用该方法，因为每个人都知道不同的试剂盒会产生略有不同的结果。但哪种方法最好?你如何选择?“如何”对结果的影响有多大?什么时候应该切换?

在任何项目开始时，通常会详细讨论实验设计和样本收集，但 DNA 提取方法往往被忽视。这种忽视 DNA 提取方法重要性的迫在眉睫的偏见成为研究员 Cecelia Giangacomo 和她的顾问 Jason G. Wallace 在他们最新的Phytobiomes Journal出版物“比较植物相关细菌群落的 DNA 提取和 16S rRNA 基因扩增方法”中的焦点问题.” 华莱士说，“这项研究让我们知道未来最好/最有效的方法。我们的实验室做了很多植物微生物组的工作，所以我们想确保我们很好地利用这些资源。实际上我很惊讶没有人做过之前，所以我们希望其他实验室发现它有用。”

DNA 提取试剂盒设计为广谱的，适用于微生物及其宿主。在大多数植物微生物组项目中，与宿主相比，微生物 DNA 的数量很少。因此，微生物组测序的最大挑战是优化样本中大量宿主 DNA 中微生物 DNA 的提取。

提取 DNA 后，研究人员通常会从样本中的所有生物体中扩增一段 DNA。这段 DNA 在各种感兴趣的物种中都是保守的，但在物种之间差异很大，可以表征样本内的多样性。调查细菌最常见的目标之一——16S 核糖体 RNA 基因——也存在于植物叶绿体中。因此，虽然这种扩增方法在人类和环境样本中将宿主与微生物分离，但它仍然会在植物样本中产生宿主污染(通过叶绿体的扩增)。

Wallace 和他的团队比较了四种常见的商用 DNA 提取方法：DNeasy Plant (Qiagen)、Quick DNA (Zymo)、Extract-N-Amp (Sigma-Aldrich) 和 Power Soil Kit (Qiagen)。他们还研究了四种不同的扩增方法，这些方法针对 16S 核糖体 RNA 基因的特定区域，以确定哪种方法在排除宿主 DNA 的同时保留微生物 DNA 的效果最好。

研究人员选择宿主 DNA 的一种方法是修改扩增过程。华莱士和他的同事研究了添加分子钳，以钳制叶绿体和线粒体 DNA，从根本上阻止不需要的 DNA 的扩增。他们还尝试扩增 16S 基因的一个不同区域，该区域会歧视叶绿体和线粒体，从而导致微生物组 DNA 的扩增更多。他们优化扩增过程的最终方法使用的序列“毒化”了不需要的 DNA，使其无法进一步扩增。

这个过程类似于在上下班途中选择多条路线。每个可能都有一些重叠的风景，但也有独特的属性;一个可能更美丽，一个更快，另一个更有压力。在华莱士的研究中，他们可以使用各种提取和放大途径来比较这些方法的“如何”影响整体结果。虽然大多数研究人员都知道他们的方法存在偏差，但这是一个直接的并排比较，显示了每种方法如何产生不同的结果并改变样本的整体组成。“这项研究应该帮助人们在如何将时间和金钱用于微生物组研究方面做出最佳选择，”华莱士说。

华莱士强调没有“完美的方法”，即使在他们的研究中，一些方法对某些样本类型更有效，但对其他样本类型则无效。这些数据为研究人员提供了关于他们的方法做出更明智决策的知识。即使这里最好的方法也可能不是特定项目、样本、类型或预算的最佳方法。公司一直在努力优化他们的产品，因此随着我们的前进，这一挑战对研究人员来说有望变得更容易。

最重要的是，这项研究使人们认识到，可能影响结果的方法之间存在差异。没有“完美的方法”。研究人员需要了解样本的细微差别，并为他们希望解决的科学问题选择最佳方法。因此，虽然所有道路都可能导致结果，但尝试“如何”可能值得努力寻找微生物组研究的最佳途径。“这不是范式转变，但它是帮助我们更好地进行研究的微小增量变化之一，随着时间的推移，这些变化加起来会带来相当大的改进，”华莱士解释说。